为了使您在Abcam官网的浏览体验更顺畅,请使用最新版本的浏览器比如 Google Chrome
Take a look at our BETA site and see what we’ve done so far.
Search and browse selected products
Purchase these through your usual distributor
找到研究检测 MMP-2 和 MMP-9 的最佳实验方法。
MMP-2 和 MMP-9 研究所面临的挑战
复杂的 MMP-2 和 MMP-9 调节机制,使得其活性检测充满挑战。MMP 合成后是无活性的酶原,必须通过酶水解前肽结构域才能被激活。激活后其酶活受到内源性金属蛋白酶抑制剂 (TIMPs) 的调控。
经典的检测方法(如 WB、ELISA 或 IHC)可以定量 MMP 的蛋白丰度或进行定位,却不足以检测其蛋白活性1。 MMP-2 和 MMP-9 的活性检测方法有多种,你可以找到最适合的。
检测方法一览表
适用样本类型:条件培养基、组织提取物。
工作原理:使用内含明胶的非还原性 SDS-PAGE 凝胶,电泳分离蛋白。然后,从凝胶中除去 SDS,并将凝胶浸没在含有酶活性所必需的辅助因子溶液中。凝胶内的 MMP 蛋白酶解明胶,在考马斯亮蓝染色后,深蓝色背景上产生清晰条带。
优点:凝胶酶谱法是一种简单、低成本、高灵敏度的活性检测方法3。当使用2D凝胶电泳时,不同的明胶酶及其活性和酶原形式,可以根据凝胶的迁移状况来进行区分4。
注意事项:该方法适用于定性或半定量检测,但很难用于定量检测2。另外,凝胶酶谱法很难处理多个样本,不适合高通量分析。
MMP 调节因子如 TIMPs 在电泳过程中与 MMP-2 和 MMP-9 分离,因此凝胶酶谱法不能准确测定酶的体内活性,只能估算组织中的最大潜在活性。
应用:粗略测定少量生物或临床样本的最大活性2。
我们向您提供明胶酶谱检测 protocol。
适用样本类型:条件培养基、组织提取物。
工作原理:底物检测需要使用 MMP-9 底物肽,这种底物肽一端含有荧光基团,另一端含有淬灭剂。在其完整状态下,由于荧光淬灭而荧光最小。
与液体样本结合后,多肽被样本中的 MMP-9 水解;淬灭剂扩散离开荧光基团,荧光增强。
类似的还有使用生物素化明胶和琥珀酰化明胶的非荧光检测5,6。
优点:底物检测法可以提供高灵敏度的定量数据,可与ELISA配搭使用来计算特异的酶活性7。该检测方法快速,可以高通量。
注意事项:组织均桨可能导致酶和抑制剂的人工混合,从而使得到的结果并不能真实的反应体内活性8。另外,如果合成的多肽与内源性底物的结构有差异,可能会影响酶动力学,使得结果不准确。不过,人们已经开发出了更接近天然底物结构的三螺旋底物9。
MMP-9 和 MMP-2 有着相似的底物特异性,很难区分它们的酶活性。使用抗体对 MMP-9 或 MMP-2 进行分离可以避免该问题10。
应用:高通量定量检测。
我们向您提供 MMP 活性检测(荧光绿)protocol。
适用样本类型:冰冻组织切片,乙醇或锌固定石蜡包埋的组织切片1。
工作原理:使用荧光底物肽浸浴组织切片。由于荧光底物被组织切片中的 MMP-9 水解,荧光背景上出现黑洞。
该检测方法还有另一种高度淬灭的版本,使用的是淬灭的荧光底物。在这种情况下,底物降解导致淬灭消失,使得酶活性区域的荧光增强。
优点:该技术检测原位内源性的明胶酶活性。它可以只检测酶的活性,因为无活性的前体和酶抑制剂复合物并没有被破坏。该方法成本相对较低,操作简便。
注意事项:原位酶谱法不能定性,且难以高通量检测。如果合成的多肽与内源性底物的结构有差异,可能会影响酶动力学,使得结果不准确。
MMP-2 和 MMP-9 具有相似的肽识别序列;因此,检测到的活性很可能是它们的总活性。如果要区分这两种酶的活性,可以使用平行组原位杂交,或是特异性的抑制剂。
应用:定位而非定量检测。
我们向您提供经 IHC 验证的 MMP-9 抗体和抑制剂。
样本类型:活组织或整个有机体。
工作原理:将荧光底物(如改良的 IV 型胶原)注射到组织中。底物含有荧光基团和淬灭剂,或者被高度淬灭,水解后荧光增强。
优点:实时 3D 检测 MMP-9 活性。样本制备带来的影响最小化。
注意事项:体内酶谱法提供定性数据,而不是定量数据。与其他技术一样,使用合成肽可能无法反应真正的体内酶活性。
应用:体内观察 MMP-9 活性。
参考文献
1. Hadler-Olsen E, Kanapathippillai P, Berg E, Svineng G, Winberg J-O, Uhlin-Hansen L. Gelatin in situ zymography on fixed, paraffin-embedded tissue: zinc and thanol fixation preserve enzyme activity. J Histochem Cytochem 58 29-39 (2010).
2. Toth M and Fridman R. Assessment of gelatinases (MMP-2 and MMP-9) by gelatin zymography. Methods Mol Med 57, 10 (2001).
3. Leber TM, Balkwill FR.Zymography: a single-step staining method for quantitation of proteolytic activity on substrate gels. Anal Biochem 249, 24-28 (1997).
4. Rossano R, Larocca M, Riviello L, Coniglio MG, Vandooren J, Liuzzi GM, Opdenakker G, Riccio P. Heterogeneity of serum gelatinases MMP-2 and MMP-9 isoforms and charge variants. J Cell Mol Med 18, 242-252.
5. Ratikov B, Deryugina E, Leng J, Marchenko G, Dembrow D, Strongin A. Determination of matrix metalloproteinase activity using biotinylated gelatin. Anal Biochem 286, 149-155 (2000).
6. Baragi VM, Shaw BJ, Renkiewicz RR, Kuipers PJ, Welgus HG, Mathrubutham M et al. A versatile assay for gelatinases using succinylated gelatin. Matrix Biol 19, 267-273 (2000).
7. Grierson C, Miller D, LaPan P, Brady J. Utility of combining MMP-9 enzyme-linked immunosorbent assay and MMP-9 activity assay data to monitor plasma enzyme specific activity. Anal Biochem 404, 232-4 (2010).
8. Vandooren J, Geurts N, Mertens E, Van den Steen PE, Opdenakker G. Zymography methods for visualizing hydrolytic enzymes. Nat Methods 10, 211-20 (2013).
9. Lauer-Fields J, Sritharan T, Stack, MS, Nagase H, Fields GB. Selective hydrolysis of triple-helical substrates by matrix metalloproteinase-2 and -9.J Biol Chem 278, 18140-18145 (2003).
10. Hawkins KE, DeMars KM, Yang C, Rosenberg GA, Candelario-Jalil E. Fluorometric immunocapture assay for the specific measurement of matrix metalloproteinase-9 activity in biological samples: application to brain and plasma from rats with ischemic stroke. Mol Brain 6, 14 (2013).